Los polisacáridos capsulares bacterianos con actividad antibiopelícula comparten propiedades biofísicas y electrocinéticas comunes

Jul 17, 2023

Nature Communications volumen 14, número de artículo: 2553 (2023) Citar este artículo

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Las biopelículas bacterianas son comunidades adheridas a la superficie que son difíciles de erradicar debido a una alta tolerancia a los agentes antimicrobianos. El uso de compuestos tensioactivos no biocidas para prevenir la adhesión y agregación inicial de patógenos bacterianos es una alternativa prometedora a los tratamientos con antibióticos y se han identificado varios compuestos antibiofilm, incluidos algunos polisacáridos capsulares liberados por diversas bacterias. Sin embargo, la falta de comprensión química y mecanicista de la actividad de estos polímeros limita su uso para controlar la formación de biopelículas. Aquí, analizamos una colección de 31 polisacáridos capsulares purificados y primero identificamos siete nuevos compuestos con actividad no biocida contra biopelículas de Escherichia coli y/o Staphylococcus aureus. Medimos e interpretamos teóricamente la movilidad electroforética de un subconjunto de 21 polisacáridos capsulares en condiciones de campo eléctrico aplicado, y mostramos que los polímeros de polisacáridos activos e inactivos muestran propiedades electrocinéticas distintas y que todas las macromoléculas activas comparten características de alta viscosidad intrínseca. A pesar de la falta de un motivo molecular específico asociado con las propiedades antibiofilm, el uso de criterios que incluyen alta densidad de cargas electrostáticas y permeabilidad al flujo de fluido nos permite identificar dos polisacáridos capsulares adicionales con actividad antibiofilm de amplio espectro. Por lo tanto, nuestro estudio proporciona información sobre las propiedades biofísicas clave que discriminan los polisacáridos activos de los inactivos. La caracterización de una firma electrocinética distinta asociada con la actividad antibiopelícula abre nuevas perspectivas para identificar o diseñar macromoléculas tensioactivas no biocidas para controlar la formación de biopelículas en entornos médicos e industriales.

Las biopelículas bacterianas son bacterias agregadas o adheridas a superficies muy extendidas que pueden afectar negativamente las actividades humanas cuando se desarrollan en superficies médicas o industriales1,2. Debido a su alta tolerancia a los antibióticos, las biopelículas son difíciles de erradicar y la prevención de infecciones asociadas a biopelículas es un importante problema sanitario y económico3,4. Las estrategias para prevenir la formación de biopelículas a menudo se dirigen a los pasos iniciales de la adhesión bacteriana utilizando superficies recubiertas por agentes biocidas como antibióticos de amplio espectro o metales pesados5. Estos enfoques biocidas están limitados por la rápida acumulación de bacterias muertas y desechos orgánicos, lo que reduce la actividad de las superficies recubiertas hacia las nuevas células entrantes. Además, el uso de superficies que liberan biocidas, como los antibióticos, se asocia con una preocupante selección de resistencia a los antibióticos6.

Varios estudios han demostrado que las estrategias antiadherentes sin antibióticos también podrían interferir eficazmente con la formación de biopelículas bacterianas7,8,9,10,11,12,13,14. Se ha propuesto que el diseño de materiales bioinspirados con propiedades superficiales antiadherentes constituya una solución eficaz para proteger los equipos de atención al paciente de la colonización de patógenos y, por tanto, impedir pasos clave de la infección, desde el contacto inicial con la superficie hasta las interacciones posteriores entre bacterias15,16. ,17. También se exploran activamente estrategias no biocidas y de base biológica, incluidos enfoques que previenen y/o alteran las biopelículas utilizando inhibidores de detección de quórum que interfieren con las comunicaciones bacterianas18. Las bacterias también secretan biosurfactantes que alteran las propiedades de la superficie del material, como la humectabilidad y la carga19,20. Estos compuestos tensioactivos reducen los contactos superficiales y contribuyen a la motilidad bacteriana o participan en interacciones competitivas entre bacterias12. Mientras que muchas de estas moléculas corresponden a lipopéptidos pequeños, estudios recientes demostraron que los polisacáridos capsulares de alto peso molecular liberados por varias bacterias podrían prevenir la adhesión que conduce a la posterior agregación celular y la formación de biopelículas por una amplia gama de bacterias Gram+ y Gram-. Estos incluyen varios patógenos nosocomiales como Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Klebsiella pneumoniae, Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis y Enterococcus faecalis7,9,11,21,22,23,24.

A diferencia de las macromoléculas antagonistas bacterianas secretadas, como colicinas, toxinas, fagos y algunos compuestos tensioactivos tóxicos25,26, estos polisacáridos antibiopelículas no son biocidas11. Afectan las interacciones entre bacterias y superficies bióticas/abióticas mediadas por factores de adhesión como pili, adhesinas o polímeros de matriz extracelular mediante la modificación de la humectabilidad, la carga y las propiedades generales de contacto entre las bacterias y la superficie7,12,18. El uso de estas macromoléculas de antibiopelículas no biocidas se propuso como un enfoque prometedor y libre de resistencia para reducir las biopelículas patógenas y las infecciones bacterianas asociadas a biopelículas y al mismo tiempo evitar los efectos secundarios causados ​​por los biocidas de amplio espectro11,23,27. Sin embargo, la descripción limitada de las bases químicas y estructurales de la actividad de estas macromoléculas antibiopelículas dificulta gravemente su uso profiláctico para el control de biopelículas bacterianas.

Aquí, investigamos la actividad antibiopelícula de un panel de 31 polisacáridos capsulares de bacterias Gram+ o Gram purificados de composición y estructura conocidas. Entre ellos, encontramos nueve nuevos polisacáridos no biocidas que inhiben la formación de biopelículas por patógenos nosocomiales prototípicos, incluidos E. coli y S. aureus. Esto nos permitió realizar una comparación estructura-función de suficientes polisacáridos activos e inactivos y mostrar que los polisacáridos capsulares antibiopelículas se caracterizan por una alta viscosidad intrínseca y una firma electrocinética específica. Por lo tanto, nuestro estudio identifica propiedades químicas y biofísicas clave de los polisacáridos antibiopelículas bacterianas, proporcionando así información que allana el camino para la ingeniería de macromoléculas tensioactivas no biocidas nuevas y bien definidas para controlar la formación de biopelículas en entornos médicos e industriales.

Para investigar las posibles relaciones entre la composición, estructura, tamaño y actividad de los polisacáridos antibiopelículas bacterianos no biocidas, primero determinamos la estructura de la cápsula del Grupo 2 (G2cps), un polisacárido antiadhesión hidrófilo y con carga negativa previamente identificado, activo tanto en Gram+ como en Gram. - bacterias, producidas y liberadas de forma natural, en particular, por cepas de E. coli uropatógenas7. G2cps se analizó mediante cromatografía de intercambio aniónico de alto rendimiento: detección amperométrica pulsada (HPAEC-PAD), cromatografía de exclusión de tamaño de alto rendimiento acoplada a dispersión de luz estática (HPSEC-LS) y mediante resonancia magnética nuclear (RMN) de 1H, 31P y 13C. estudios. Estos análisis mostraron que el polisacárido G2cps consta de unidades repetidas compuestas de residuos O-acetilados y de glicerol fosfato con un peso molecular promedio de 800 kDa, como se ilustra en la Fig. 1A. Esta estructura es similar a la de los polisacáridos K2 y K62 de E. coli (también denominados K2ab)28. Luego redujimos gradualmente el tamaño del polisacárido G2cps mientras preservamos su integridad estructural mediante hidrólisis por oxidación radical (Figura complementaria 1). La determinación de la actividad antibiopelícula de G2cps de longitud completa y fragmentada mostró que incluso una reducción menor del tamaño del polisacárido resultó en una pérdida de actividad de G2cps (Fig. 1B), lo que indica que la conservación del tamaño del polímero G2cps es crítica para sus propiedades antiadhesivas.

Estructura y composición del polisacárido G2cps. B Actividad de inhibición de biopelículas contra biopelículas de E. coli y S. aureus de polisacárido G2cps nativo y fragmentado. Los ensayos de biopelículas se realizaron en presencia de 50 µg/ml de polisacárido. Cada experimento corresponde a n = 3 experimentos independientes. Los datos de origen se proporcionan como un archivo de datos de origen. Los análisis estadísticos corresponden a la prueba t no pareada de dos colas con corrección de Welch. **p < 0,01; ***p < 0,001. Las barras de error representan SD.

Para intentar identificar aún más las características estructurales o de composición de G2cps asociadas con su actividad, analizamos una colección de 29 polisacáridos bacterianos de alto peso molecular diferentes para detectar macromoléculas con propiedades antibiopelículas similares a G2cps. La mayoría de ellos son polisacáridos capsulares de origen, composición y estructura conocidos, producidos y purificados a partir de diferentes cepas de Streptococcus pneumoniae, Salmonella enterica serovar Typhi, Haemophilus influenzae, Neisseria meningitidis, y utilizados como antígenos en varias vacunas humanas de polisacáridos y glicoconjugados (Tabla complementaria 1). ). Utilizando un ensayo estático de biopelícula en placa de microtitulación seguido de tinción con violeta cristal, demostramos que, a una concentración equivalente (100 µg/mL), los polisacáridos Vi, MenA y MenC eran tan activos como G2cps para inhibir la formación de biopelículas de E. coli, pero eran menos activos en Biopelículas de S. aureus (Fig. 2A, B). Además, mientras que PRP y PnPS3 estaban activos en ambas bacterias, la actividad de PnPS12F se restringió a E. coli y la de PnPS18C a S. aureus (Fig. 2A, B). La comparación de la actividad de Vi, PRP, PnPS3, MenA y MenC mostró que Vi es el polisacárido más activo y que los 5 polisacáridos no son biocidas (Figuras complementarias 2 y 3). Confirmamos estos resultados con un ensayo dinámico utilizando microfermentadores de biopelículas de flujo continuo y demostramos que Vi también inhibía fuertemente la formación de biopelículas de E. coli y S. aureus, mientras que esta inhibición no se observó con el tratamiento con el polisacárido inactivo PnPS8 (Fig. 3). Este análisis también confirmó la actividad de espectro estrecho del polisacárido PnPS18C (activo en S. aureus pero inactivo en E. coli) y de PnPS12F (inactivo en S. aureus pero activo en E. coli) (Fig. 3).

Ensayo de formación de biopelículas de E. coli (panel A) o S. aureus (panel B) en presencia de polisacáridos bacterianos purificados. Se incluyó G2cps como control positivo de macromoléculas activas y se utilizó agua como control negativo. Rojo: polisacáridos activos con Vi, MenA, MenC, G2cps, PRP y PnPS3 que muestran un amplio espectro de acción, mientras que PnPS18C solo es activo contra bacterias Gram+ y PnPS12F contra bacterias Gram-. Cada experimento corresponde a n = 3 experimentos biológicamente independientes en presencia de 100 μg/mL de cada macromolécula, excepto el control (n = 4). Los datos de origen se proporcionan como un archivo de datos de origen. Los análisis estadísticos corresponden a la prueba t no pareada de dos colas con corrección de Welch. Las barras de error representan SD. **p < 0,01; ***p < 0,001; ****p < 0,0001.

Una cuantificación de la biopelícula formada en microfermentadores por la cepa de E. coli en medio M63B1glu, suplementado o no con 100 μg/ml de Vi, PnPS8, PnPS18C o PnPS12F, e imágenes de espátulas correspondientes representativas después de 24 h de crecimiento continuo. Cada experimento corresponde a n = 3 experimentos biológicamente independientes, excepto el control (n = 4). Los datos de origen se proporcionan como un archivo de datos de origen. Los análisis estadísticos corresponden a la prueba t no pareada de dos colas con corrección de Welch. Las barras de error representan SD. B Cuantificación de la biopelícula formada en microfermentadores por la cepa de S. aureus en medio TSB, suplementado o no con 100 μg/ml de Vi, PnPS8, PnPS18C o PnPS12F, e imágenes de la espátula correspondiente representativa después de 24 h de crecimiento continuo. Cada experimento corresponde a n = 3 experimentos biológicamente independientes, excepto el control (n = 4). Los datos de origen se proporcionan como un archivo de datos de origen. Los análisis estadísticos corresponden a la prueba t no pareada de dos colas con corrección de Welch. ***p < 0,001; ****p < 0,0001. Las barras de error representan SD.

Finalmente, confirmamos la actividad de Vi, MenA, MenC, PRP y PnPS3 en un panel de bacterias Gram+ o Gram- formadoras de biopelículas, incluida una E. coli K-12 MG1655 formadora de biopelículas que porta un plásmido conjugativo F, Enterobacter cloacae. 1092, K. pneumoniae Kp21, S. aureus 15981 y S. epidermidis O47 (Figura complementaria 4).

Para identificar las propiedades estructurales y biofísicas que potencialmente se correlacionan con la actividad antibiopelícula de polisacáridos, utilizamos HPSEC para determinar el peso molecular (Mw) y la viscosidad intrínseca ([η]) de los 8 polisacáridos activos identificados (G2cps, Vi, MenA, MenC, PnPS3, PRP, PnPS12F, PnPS18C) y 21 polisacáridos inactivos (Tabla 1). La viscosidad intrínseca [η] de un polisacárido dado refleja su contribución a la viscosidad η de toda la solución, es decir, [η] = (η−ηο)/(ηο ϕ), donde ηο es la viscosidad de la solución en ausencia de polisacárido y ϕ representa la fracción en volumen de polisacáridos en solución. En consecuencia, [η] depende de la conformación adoptada por los polisacáridos en la solución. Esta conformación está a su vez mediada por varios parámetros fisicoquímicos, incluidas las cargas electrostáticas transportadas por el polisacárido y la distribución de carga dentro del cuerpo macromolecular. La combinación de los parámetros Mw y [η] son ​​indicativos del volumen (por unidad de masa) ocupado por los polisacáridos en la solución. Este análisis reveló una correlación notable entre la viscosidad intrínseca y la actividad antibiopelícula de amplio espectro. De hecho, todas las macromoléculas inactivas muestran sistemáticamente los valores más bajos de [η], mientras que los polisacáridos activos se caracterizaron por una viscosidad intrínseca alta (> 7 dl/g) (Figura complementaria 5). Además, el peso molecular Mw y la viscosidad intrínseca [η] de los polisacáridos con actividad intermedia de espectro estrecho (PnPS18C y PnPS12F) cubren el rango de valores medidos para macromoléculas activas y no activas de amplio espectro. Para determinar si una alta viscosidad intrínseca podría ser indicativa de una posible actividad antibiopelícula, analizamos polisacáridos capsulares bacterianos purificados adicionales de nuestra colección e identificamos dos de estos polisacáridos no biocidas, MenY y MenW135 (Figura complementaria 3), que presentan una alta viscosidad intrínseca (Tabla 1 y figura complementaria 5). Aunque MenY y MenW135 difieren en su composición primaria de Vi, MenA, MenC y G2cps, ambos exhibieron una actividad antibiopelícula de amplio espectro similar (Fig. 4 y Fig. 6 complementaria). Estos resultados indicaron que la conformación específica del polisacárido, reflejada por una alta viscosidad intrínseca29, podría ser un determinante de la actividad antibiopelícula.

A Composición química y relación de grupos ácidos/hidrófobos de los polisacáridos de N. meningitidis MenY y MenW135. Actividad antibiofilm contra E. coli (B) y S. aureus (C) con MenY y MenW135 en comparación con las macromoléculas activas Vi y MenA previamente identificadas. Las pruebas de inhibición de biopelículas se realizaron en presencia de 50 μg/ml de polisacárido. Se utilizó agua destilada como control negativo. Cada experimento corresponde a n = 3 experimentos biológicamente independientes, excepto el control (n = 8). Los datos de origen se proporcionan como un archivo de datos de origen. Los análisis estadísticos corresponden a la prueba t no pareada de dos colas con corrección de Welch. **p < 0,01; ***p < 0,001; ****p < 0,0001. Las barras de error representan SD.

Para identificar mejor las bases moleculares de las propiedades biofísicas mostradas por los polisacáridos activos, primero comparamos la composición de los polisacáridos de amplio espectro (Vi, MenA, MenW135, MenY, MenC, G2cps, PRP, PnPS3) pero no pudimos identificar una característica química. común a todas las moléculas activas. Alternativamente, probamos si el aumento de la hidrofilicidad de la superficie, previamente asociado con las propiedades del polisacárido G2cps7,9, podría correlacionarse con la actividad antibiopelícula de los polisacáridos activos recientemente identificados. Sin embargo, la determinación del ángulo de contacto de la superficie de una gota de agua sobre vidrio hidrofílico y superficies de plástico hidrofóbico tratadas con agua destilada desionizada o polisacáridos activos e inactivos no reveló ninguna correlación entre el equilibrio de hidrofilicidad/hidrofobicidad de la superficie y la actividad antibiopelícula (Figura complementaria. 7). Como apoyo adicional a este hallazgo, la caracterización de superficies recubiertas de polisacáridos mediante microscopía de fuerza atómica (AFM) operada en modo de espectroscopia de fuerza utilizando puntas nanométricas funcionalizadas con CH3 no reveló ninguna correlación entre la actividad antibiopelícula, los patrones estructurales de la superficie de los polisacáridos adsorbidos y la hidrofobicidad de la superficie. /hidrofilicidad (Figura complementaria 8). También evaluamos la carga macromolecular, definida por un índice de carga i correspondiente a la relación entre el número de grupos ácidos (portados por grupos de ácido urónico y neuramínico o por grupos fosfato) y el número de residuos de monosacáridos en una unidad repetitiva (Tabla 1). . La determinación de este índice de carga mostró que todos los polisacáridos activos (Vi, MenA, MenW135, MenY, MenC, G2cps, PRP, PnPS3) corresponden a los valores i más altos con i = 0,5 o 1. Por el contrario, las macromoléculas sin actividad antibiofilm y con La actividad de espectro estrecho no se pudo diferenciar en función de sus respectivos valores i. Por ejemplo, PnPS18C (actividad limitada) comparte un valor similar de i (=0,2) con PnPS9V y PnPS22F (sin actividad). Estos resultados sugirieron que la densidad de cargas negativas transportadas por los polisacáridos podría ser un determinante clave de las propiedades biofísicas asociadas con la actividad antibiopelícula de amplio espectro.

Informes anteriores documentaron el vínculo entre la estructura, la organización de la carga superficial y las propiedades electrocinéticas de las macromoléculas30,31,32 derivadas de la electroforesis. Los polisacáridos bacterianos son paradigmas de macromoléculas "blandas", es decir, conjuntos polielectrolíticos definidos por una distribución de carga tridimensional, permeables a los iones de la solución electrolítica de fondo y al flujo electroosmótico desarrollado en condiciones de medición de electroforesis30,31,32.

Para determinar si las propiedades electrocinéticas de los polisacáridos (que incluyen tanto la densidad de carga como las características de permeabilidad del flujo) están relacionadas o no con su actividad antibiopelícula, realizamos mediciones ciegas de la movilidad electroforética (μ) en función de la concentración de electrolitos de NaNO3 en solución (1 mM a 100 mM) para los 8 polisacáridos de amplio espectro (Vi, MenA, MenC, MenY, MenW135, G2cps, PRP, PnPS3) y 2 de espectro estrecho (PnPS18C y PnPS12F).

Luego se comparó la movilidad electroforética de estos polisacáridos activos con la de 11 polisacáridos inactivos (PnPS1, PnPS4, PnPS9V, PnPS8, PnPS19A, PnPS20, PNPS10A, PnPS15B, PnPS7F, PnPS22F y PnPS14) (Fig. 5). Todos los polisacáridos analizados mostraron la firma electroforética característica esperada para las macromoléculas blandas, con una movilidad electroforética que tiende a un valor de meseta de movilidad constante y distinto de cero (indicado a continuación como μ*) a concentraciones de sal suficientemente grandes (>30 mM). Esta propiedad es la consecuencia directa de la penetración del flujo electroosmótico dentro de la estructura globular del polisacárido cargado33. Una inspección cualitativa adicional de los conjuntos de datos electrocinéticos recopilados para los polisacáridos de interés reveló dos patrones electrocinéticos principales. El primero correspondió a las 11 macromoléculas inactivas analizadas cuya movilidad electroforética tiende sistemáticamente a un valor de μ* que satisface 0,5 < │μ*│ <1,5 × 10−8 m2 V−1 s−1. En estas macromoléculas el valor absoluto de la movilidad electroforética disminuye con el aumento de la concentración de electrolito debido al filtrado de las cargas de polisacárido por los iones de electrolito. Esta característica también es compartida por las macromoléculas activas (PnPS3, PRP y G2cps) con la notable diferencia de que su valor de movilidad asintótica │μ*│ es significativamente mayor y μ* ahora satisface la desigualdad │μ*│ >2 × 10−8 m2. V-1 s-1 (Figura 5A). El segundo patrón electrocinético observado se aplica a macromoléculas con actividades estrechas (PnPS18C y PnPS12F) o de amplio espectro (Vi, MenA, MenC, MenY y MenW135) para las cuales la movilidad electroforética μ depende moderada o escasamente de la concentración de electrolitos de fondo. Sorprendentemente, las macromoléculas activas con actividad antibiopelícula de espectro estrecho se definen por movilidades electroforéticas (│μ*│ <0,5 × 10−8 m2 V−1 s−1) que son de magnitud mucho menor en comparación con las medidas para polisacáridos antibiopelículas de amplio espectro. (Vi, MenA, MenC, MenY y MenW135, │μ*│ >1,5 × 10−8 m2 V−1 s−1) (Fig. 5B). Estos resultados demostraron claramente que los polisacáridos capsulares activos se caracterizan por una firma electrocinética específica.

Puntos: datos experimentales. Líneas discontinuas: teoría (Ec. 1). A Polisacáridos cuya movilidad electroforética depende significativamente de la fuerza iónica de la solución (fijada por la concentración del electrolito NaNO3). B Polisacáridos bacterianos cuyas características electrocinéticas dependen de pobre a moderadamente de la concentración de electrolitos. Los polisacáridos con nombres en rojo muestran una actividad antibiopelícula de amplio espectro. PnPS12F y PnPS18C muestran una actividad antibiopelícula de espectro estrecho (Tabla S1). Cada experimento corresponde a n = 3 experimentos biológicamente independientes. Las barras de error representan SD. En el panel B, la zona azul delimitada por líneas de puntos azules enmarca los valores de movilidad electroforética cuasi-electrolitos independientes de la concentración medidos para los polisacáridos con actividad de espectro estrecho. La zona roja delimitada por líneas de puntos rojas delimita los valores de movilidad electroforética cuasi-electrolitos independientes de la concentración medidos para los polisacáridos con actividad de amplio espectro. Cada punto de datos corresponde a n = 3 experimentos biológicamente independientes. Los datos de origen se proporcionan como un archivo de datos de origen. Las barras de error representan SD. Si no están visibles, las barras de error están ocultas dentro de su punto de datos correspondiente.

Para explorar más a fondo las propiedades electrocinéticas de los polisacáridos capsulares activos, interpretamos cuantitativamente la dependencia de la movilidad electroforética (μ) de las macromoléculas probadas en la concentración de electrolitos NaNO3 con la teoría electrocinética de superficie blanda. Esta teoría fue desarrollada por Ohshima para la electroforesis de coloides blandos33 en el límite de Hermans-Fujita que es aplicable a polielectrolitos blandos34 (Ec. 1 en la sección Materiales y Métodos). Para ello, los radios hidrodinámicos requeridos de las macromoléculas de interés se determinaron mediante dispersión dinámica de luz (DLS) después de la conversión de los coeficientes de difusión medidos mediante la ecuación de Stokes-Einstein (ver Métodos y Tabla complementaria 2). Este análisis cuantitativo destacó una reconstrucción teórica adecuada de los datos de electroforesis medidos para todas las macromoléculas analizadas (Fig. 5) y, lo más importante, una clasificación notable de su actividad (Fig. 6) de acuerdo con sus propiedades electrostáticas y de permeabilidad al flujo.

La densidad de carga ρo (en C m−3) se da aquí en forma de una concentración equivalente de cargas aniónicas definida por ρo /F (en mM) siendo F la constante de Faraday. El par (ρo,1/λo) asociado a cada macromolécula se recupera del modelado de la dependencia de la movilidad electroforética medida de la concentración de electrolito en solución según la ecuación. 1. Las líneas de puntos corresponden al conjunto de soluciones (ρo,1/λo) de la ecuación µ = µ* obtenidas para las macromoléculas PnPS18C y PnPS12F y para las macromoléculas Vi, MenW135 y MenA (ver partes coloreadas en la Fig. 5B) cuya movilidad µ en todo el rango de concentraciones de electrolitos no se desvía significativamente del valor de movilidad µ* medido en grandes concentraciones de electrolitos (100 mM). Para estas macromoléculas, la escasa dependencia de μ de la concentración de electrolitos dificulta cualquier evaluación precisa tanto de ρo como de 1/λo, ya que el ajuste de datos electrocinéticos se reduce para resolver una ecuación (Ec. 1) con dos incógnitas (ρo y 1/λo). El espacio de soluciones (ρo,1/λo) asociado con Vi, MenW135, MenA y PnPS18C, PnPS12F corresponden a las zonas roja y azul, respectivamente. Están delimitados por líneas de puntos que corresponden a las soluciones (ρo,1/λo) de la ecuación µ = µ* donde µ* se identifica con las movilidades de polisacáridos marcadas por las líneas de puntos representadas en la Fig. 5B. El error asociado con los valores de ρo y 1/λo (derivado del ajuste de Levenberg-Marquardt de los datos proporcionados en la Fig. 5) es ±5%. Este error se estima a partir de las desviaciones estándar de los datos experimentales ajustados proporcionados en la Fig. 5. Los datos de origen se proporcionan como un archivo de datos de origen.

Estas propiedades se expresan mediante dos parámetros clave recuperados del ajuste teórico de datos electroforéticos a la ecuación. 1, a saber: ρo, que es la densidad neta de cargas negativas transportadas por la macromolécula, y λo el llamado parámetro de suavidad. 1/λo (también llamada longitud de Brinkman) corresponde al grado de penetración del flujo electroosmótico dentro de la macromolécula. 1/λo está íntimamente correlacionado con la compacidad estructural del polisacárido y con el grado de entrelazamiento de sus cadenas constituyentes. Todas las macromoléculas con actividad de espectro estrecho (PnPS18C y PnPS12F) se encuentran en la zona inferior izquierda dentro del diagrama que informa el valor determinado de ρo en función del correspondiente 1/λo (Fig. 6). Por el contrario, los polisacáridos con una actividad de amplio espectro (por ejemplo, Vi, MenA, MenC, MenY, MenW135, PRP, PnPS3, G2cps) combinan una alta densidad de carga y una alta escala de longitud de Brinkman y, por lo tanto, se encuentran en la región superior derecha del espectro. Representación ρo-1/λo (Fig. 6). Todas las macromoléculas inactivas analizadas (PnPS1, PnPS4, PnPS9V, PnPS8, PnPS19A, PnPS20, PNPS10A, PnPS15B, PnPS7F, PnPS22F y PnPS14) están ubicadas en una región intermedia entre las de las macromoléculas activas de amplio espectro y las de espectro estrecho. En conjunto, nuestros resultados indican que a pesar de la falta de un motivo molecular específico asociado con las propiedades antibiopelículas, la combinación de una estructura suelta (es decir, una gran permeabilidad al flujo debido a una gran cantidad de huecos intrapartículas) y una alta densidad de cargas electrostáticas transportadas Es fundamental que los polisacáridos exhiban actividad antibiopelícula.

La inhibición de la adhesión bacteriana mediante compuestos tensioactivos se considera un enfoque prometedor para prevenir los pasos iniciales clave de la formación de biopelículas bacterianas. En este estudio, identificamos un total de 9 nuevas macromoléculas antibiofilm no biocidas entre una colección de 31 polisacáridos capsulares bacterianos de alto peso molecular diferentes de estructura y composición conocidas. Esto nos permitió comparar sus propiedades químicas, estructurales y electrocinéticas para identificar determinantes moleculares y biofísicos clave que discriminan los polisacáridos activos de los inactivos.

Los polisacáridos activos identificados están compuestos por un gran número de oligosacáridos repetidos con diferente composición y estructura. Esto sugiere que, más allá de la composición molecular específica del polisacárido activo, el determinante de su actividad antibiopelícula podría derivar de características supramoleculares. Consistentemente, demostramos que la integridad del tamaño del polisacárido G2cps es fundamental para mantener su actividad antibiopelícula. También demostramos que una alta viscosidad intrínseca es una propiedad compartida por macromoléculas activas de amplio espectro, que mostraron el índice de carga i más alto entre todos los polisacáridos analizados. Se demostró que los radios hidrodinámicos medidos para todas las macromoléculas probadas cubren un rango relativamente estrecho, entre ca. 15 y 40 nm de diámetro hidrodinámico (Tabla complementaria 2). Estas pequeñas variaciones en el tamaño de las partículas no pueden explicar el rango bien diferenciado de viscosidad intrínseca medida para las macromoléculas activas y no activas (1 a 6 y 7 a 12 dl/g, respectivamente, ver la figura complementaria 5), ​​especialmente porque ambas Los polisacáridos activos y no activos muestran rangos de peso molecular idénticos (Figura complementaria 5). Por el contrario, las altas viscosidades intrínsecas medidas para las macromoléculas activas se correlacionan con su índice de carga i, indicativo de una alta densidad de carga. Esta correlación podría deberse al hecho de que las propiedades viscosimétricas de las dispersiones de partículas dependen de las características electrostáticas de las partículas que gobiernan el alcance de los llamados efectos electroviscosos primarios y secundarios35,36. Estos efectos son una consecuencia directa de la presencia de dobles capas eléctricas cargadas (EDL) en la interfaz macromolécula/solución y de las consiguientes interacciones electrohidrodinámicas partícula-partícula y partícula-fluido: cuanto mayor es la densidad de las cargas de las partículas, más significativo es el efecto electrohidrodinámico. Los efectos viscosos se vuelven35,36. Como consecuencia, la viscosidad de una solución que contiene macromoléculas de tamaño similar puede diferir significativamente según la densidad de las cargas electrostáticas que transportan35,36. Una gran penetración del flujo dentro del cuerpo de las partículas (como lo revela una longitud de Brinkman alta, 1/λo, ver Fig. 6) es consistente con la existencia de una estructura relativamente suelta adoptada por las macromoléculas y una fuerza de fricción reducida que ejercen sobre las electromoléculas. flujo osmótico durante la electroforesis, con una movilidad electroforética significativa resultante. En conjunto, las propiedades identificadas de una estructura macromolecular suelta combinada con una alta densidad de carga y una alta viscosidad intrínseca relacionada se correlacionan con la actividad antibiopelícula.

El análisis de los datos electrocinéticos reveló patrones electrocinéticos muy distintos asociados con un espectro amplio y estrecho de actividades antibiopelículas, mientras que las macromoléculas inactivas exhibieron un comportamiento electrocinético intermedio (Fig. 6). Esto sugiere que las magnitudes alta y baja de las cargas de polisacáridos podrían determinar su actividad amplia y estrecha, respectivamente, ya que una densidad de carga con una magnitud situada entre estos dos extremos conduce a una pérdida de actividad. Sin embargo, previamente demostramos que, a pesar de su alta carga negativa, G2cps mostró una baja afinidad por los colorantes catiónicos7, lo que sugiere que su interacción con el entorno biótico o abiótico circundante no solo está impulsada por la electrostática sino que también puede implicar la remodelación de sus propiedades superficiales. Esto posiblemente podría incluir cambios en la hidratación de la superficie o la repulsión estérica y la posterior limitación de la adhesión bacteriana7. Esto indica que la consideración de las propiedades electrostáticas de los polisacáridos por sí solas no es suficiente para explicar su actividad antibiopelícula. Consistentemente, el análisis de nuestros conjuntos de datos electrocinéticos sugiere de hecho que la organización misma de las cadenas poliméricas y las propiedades de permeabilidad al flujo resultantes de las macromoléculas polisacáridas (como lo indica cualitativamente la magnitud de su longitud Brinkman) juegan un papel importante en la definición de su actividad antibiopelícula. Teniendo en cuenta que mediante electroforesis solo se analizan las cargas ubicadas en la región periférica de las macromoléculas (35), la ubicación de estas cargas y su grado de exposición a la solución externa probablemente sean factores importantes que subyacen a la actividad antibiopelícula.

Entonces, ¿cómo se correlaciona la composición molecular de los polisacáridos con la actividad antibiopelícula? La mayoría de las macromoléculas activas muestran una alta densidad de cargas negativas que podrían contribuir a la repulsión electrostática de las bacterias cargadas negativamente. Sin embargo, se sabe que las estructuras de la superficie bacteriana, como pili, fimbrias, lipopolisacáridos o incluso exopolisacáridos policatiónicos, superan estas fuerzas repulsivas y promueven la adhesión y agregación bacteriana37,38,39. Por lo tanto, planteamos la hipótesis de que la direccionalidad de las interacciones en las superficies40 podría ser un determinante crítico de la actividad del polisacárido antibiofilm de amplio espectro. La exposición adecuada de cargas electrostáticas podría optimizar los efectos de repulsión en las macromoléculas de antibiofilm identificadas en este estudio. Además, su alta viscosidad intrínseca y su estructura relativamente suelta podrían modificar mecánicamente las condiciones locales de adhesión y alterar la percepción de la superficie por parte de las bacterias, minimizando así su adhesión en presencia de los polisacáridos identificados41. Por lo tanto, proponemos que los polisacáridos antibiofilm activos identificados en nuestro estudio podrían tener actividad múltiple, con modificaciones tanto de corto como de largo alcance de las interacciones superficie-bacteria o bacteria-bacteria, en particular a través de una alteración de las condiciones de adhesión local. que prevalece sobre la superficie de adhesión. Por lo tanto, la distinción entre actividad amplia, limitada o falta de actividad dependería de la combinación específica de propiedades biofísico-químicas que muestre cada macromolécula.

Al proporcionar una mejor definición de la base química y estructural de la actividad antibiopelícula de amplio espectro que muestran los polisacáridos capsulares, nuestro estudio ofrece la posibilidad de identificar nuevos polisacáridos tensioactivos en función de sus propiedades biofísicas, pero también de diseñar y diseñar macromoléculas que imiten Actividad del polisacárido antibiofilm mediante síntesis total o parcial. Estas moléculas podrían usarse como estrategias de control de biopelículas no biocidas en el tratamiento profiláctico contra la adhesión inicial de patógenos formadores de biopelículas que se desarrollan en materiales médicos e industriales.

Las cepas bacterianas utilizadas en este estudio se enumeran en la Tabla complementaria 3. Las bacterias Gram se cultivaron en medio mínimo de glucosa-M63B1 al 0,4% (M63B1) o en medio de caldo de lisogenia (LB) a 37 °C, con los antibióticos apropiados cuando fuera necesario. Las cepas Gram+ se cultivaron en caldo de soja tríptico (TSB) suplementado con 0,25% de glucosa. El posible efecto biocida de los polisacáridos antibiopelículas se evaluó a partir de la determinación de la curva de crecimiento en presencia de 100 µg/ml de polisacárido purificado.

Los polisacáridos capsulares utilizados en este estudio se obtuvieron de Sanofi, Marcy l'Etoile France y Swiftwater, EE. UU. Los polisacáridos de E. coli se produjeron en el Instituto Pasteur de París. El polisacárido del ácido teicoico (pared celular PS, CWPS) de la cepa CSR SCS2 de Streptococcus pneumoniae era de Statens Serum Institut (Ref 3459).

Los cultivos nocturnos se ajustaron a una DO600 nm de 0,02 antes de inocular 50 µl en placas de cloruro de polivinilo (PVC) de 96 pocillos (Falcon; Becton Dickinson Labware, Oxnard, CA) y se agregaron en una proporción de 1:1 a 50 µl de purificado por filtración esterilizado. polisacárido a la concentración deseada: i) 50 µg/ml para experimentos estandarizados de actividad antibiopelícula; ii) 3,125–100 µg/ml para probar el nivel de actividad de las macromoléculas. Las biopelículas se dejaron crecer durante 16 h a 37 °C. Luego se eliminó el sobrenadante de cada pocillo, se lavó tres veces con agua y la biopelícula se tiñó con una solución de violeta cristal al 1% durante 15 minutos. Después de retirar la solución de cristal violeta, las biopelículas se lavaron tres veces con agua. Para la cuantificación de la formación de biopelículas, las biopelículas teñidas secas se resuspendieron en ácido acético al 30% y se midió la absorbancia a 585 nm utilizando un lector de placas Infinity Tecan Infinity M200 PRO. La formación de biopelículas con diferentes cepas se representa en valores normalizados a la formación promedio de biopelículas con las cepas de control.

Se utilizaron microfermentadores de biopelículas Pyrex que contenían una espátula de vidrio Pyrex removible (VSN, París, Francia, ref. 028703022601) para cultivar biopelículas en condiciones de flujo continuo, como se describe en 42 (ver también https://research.pasteur.fr/en/tool/ microfermentadores de biopelículas/). El flujo del medio se ajustó a 60 ml/h con agitación interna de burbujeo usando aire comprimido esterilizado por filtro. Este caudal minimiza el crecimiento planctónico sobre el desarrollo de biopelículas mediante la dilución constante de bacterias que no pertenecen a biopelículas. La inoculación se realizó sumergiendo la espátula de vidrio durante 5 min en OD600 = 1 M63B1 medio mínimo de glucosa al 0,4% (M63B1glu) para la cepa de E. coli y en caldo de soja tríptico con glucosa al 0,25% (TSBglu) para la cepa de S. aureus, suplementado o no con 100 µg/ml de polisacárido purificado Vi, PnPS8, PnPS18C, PnPS12F. Después de que se permitió que las bacterias se adhirieran a las espátulas, se reintrodujeron en el microfermentador lleno con el medio apropiado complementado también con la misma concentración final de polisacárido probado. Después de 24 h de cultivo continuo, se tomaron fotografías de la espátula de vidrio y se estimó la biomasa de la biopelícula determinando la DO600 nm de la biopelícula resuspendida del portaobjetos de vidrio del microfermentador interno.

Las curvas de crecimiento de S. aureus y E. coli expuestas a 100 μg/ml se midieron en presencia de cada macromolécula analizada indicada (Figura complementaria 3). Las cepas bacterianas se inocularon en placas de microtitulación a una DO600 nm de 0,05 y se dejaron crecer en un lector de placas TECAN (Infinite 200 Pro) con una amplitud de agitación orbital de 2 mm durante 24 h a 37 °C. El crecimiento bacteriano se determinó mediante el lector de placas TECAN.

El polisacárido G2cps se obtuvo de cultivos de 24 h como se describe en 7. Brevemente, las cepas de E. coli CFT073 se cultivaron en glucosa al 0,4% M63B1 durante 24 h a 37 °C. Después de una centrifugación en frío (4 °C) a 3800 g durante 10 minutos, los sobrenadantes se filtraron a través de un filtro de 0,22 µm. Los polisacáridos se precipitaron a partir del sobrenadante libre de células utilizando etanol helado (relación etanol/sobrenadante 3:1) seguido de centrifugación durante 2 h a 5000 gy 4 °C. Los polisacáridos precipitados se resuspendieron y se dializaron frente a agua desionizada (casetes de diálisis Slide-A-Lyzer, 10K MWCO, Pierce, Rockford, IL). Las concentraciones de polisacáridos totales se midieron mediante el ensayo colorimétrico de Dubois43. Los polisacáridos finalmente se separaron de los lipopolisacáridos residuales mediante filtración en gel en una columna Sepharose 6BCL (GE Healthcare Life Sciences) en desoxicolato de sodio al 1%44 y se dializaron contra agua desionizada. La concentración de polisacárido se determinó mediante cromatografía de intercambio aniónico de alto rendimiento con detección de amperometría pulsada (HPAEC-PAD) (Thermo Fischer Scientific, Dionex, Sunnyval, CA) como se describió anteriormente45.

El polisacárido G2cps se hidrolizó con ácido fluorhídrico (HF) (48% en masa) durante 16 h a temperatura ambiente. El HF se eliminó secando bajo una corriente de nitrógeno a 40 °C. La muestra se redisolvió en agua y luego se hidrolizó con ácido trifluoroacético (TFA) 2 M durante 2 h a 121 °C. El TFA se eliminó secando bajo una corriente de nitrógeno a 40 °C. La muestra se volvió a disolver en agua antes del análisis. A efectos de comparación, también se realizaron hidrólisis tanto de HF solo como de TFA solo en el polisacárido G2cps. Se utilizó detección amperométrica pulsada incorporando una forma de onda de potencial cuádruple. Los datos fueron recolectados y analizados en computadoras equipadas con el software Dionex Chromeleon (Dionex). Se utilizaron monosacáridos comerciales como estándares.

Se liofilizaron una vez aproximadamente 5 mg de polisacárido, se disolvieron en 700 μl de agua deuterada y se introdujeron 550 μl en un tubo de 5 mm. Los espectros de RMN se recogieron en un espectrómetro Bruker Avance de 500 MHz con el software Topspin 2.1 a una temperatura de sonda indicada de 20 °C. Se midieron los espectros para soluciones en D2O con DSS al 0,01% como estándar interno para RMN de protón (1H) (δ 0,00 ppm). Se usó ácido fosfórico (2%) como estándar externo para la RMN de fósforo (31 P) (δ 0,00 ppm) y TSP como estándar externo para la RMN de carbono (13 C) (δ 0,00 ppm). Los programas de pulso utilizados fueron los de la biblioteca Bruker, excepto para los experimentos de difusión de espectroscopia de correlación (COSY) y espectroscopia de correlación total (TOCSY). El retraso de difusión fue de 80 ms para estos experimentos bidimensionales y el tiempo de mezcla para el TOCSY fue de 100 ms. El experimento bidimensional 1H-31P se adquirió utilizando un valor de acoplamiento JH-P de 7 Hz. Los espectros de coherencia cuántica única heteronuclear (HSQC) 1H-13C se adquirieron utilizando un valor de acoplamiento nJH-C de 145 Hz y un valor de acoplamiento nJH-C de largo alcance de 5 Hz para la correlación de enlaces múltiples heteronucleares (HMBC).

Los polisacáridos se analizaron en una concentración entre 600 y 1000 μg/ml en agua. Los análisis se realizaron utilizando un sistema TDA301 Viscotek HPSEC que consta de un muestreador automático con una bomba de HPLC equipada con un circuito de inyección de 100 µl, un desgasificador en línea, un viscosímetro, un índice de refracción (RI) y una luz láser de ángulo recto. detector de dispersión (RALLS). Los análisis HPSEC de polisacárido se realizaron utilizando columnas analíticas TSK G4000 PWXL (0,7 × 30 cm) y TSK G6000 PWXL (0,7 × 30 cm) conectadas en serie a un caudal de 0,5 ml/min, a 30 °C. Como fase móvil se utilizó tampón Tris 2,5 mM, pH 7,5 o tampón fosfato 200 mM, pH 6,9. Las columnas se mantuvieron a una temperatura constante de 30 °C. Se utilizó el software Omnisec (Malvern) para la recopilación y el procesamiento de datos. Esta triple detección que consta de RI en línea, RALLS y detector viscométrico se utilizó para determinar el peso molecular (Mw) y la viscosidad intrínseca ([η]) de los polisacáridos.

Se hidrolizaron un total de 7,5 mg de polisacárido en una solución con ácido ascórbico, cobre y sulfato de hierro a 30 °C. La cinética de hidrólisis fue seguida por un análisis HPSEC durante 15 min, 1 hy 24 h.

Se trataron portaobjetos de vidrio (24x50 mm Menzel-Glaser Thermo Scientific ref17234914) o cubreobjetos de plástico de poliéster de 17 × 28 mm (Thermo Scientific ref AB-0578) con 80 µl de agua destilada desionizada o con una solución de 100 µg/ml de activos e inactivos purificados. polisacáridos. Los portaobjetos se secaron bajo una campana de flujo laminar y se depositaron gotas de 2,5 µl de agua usando un analizador de forma de gota Kruss DSA4 en la superficie de los portaobjetos recubiertos y no recubiertos, y luego se midió el ángulo de contacto 3 veces.

Los portaobjetos de vidrio para microscopía se trataron con una solución de 100 µg/ml de polisacáridos activos e inactivos purificados durante 10 minutos y se enjuagaron con agua ultrapura. Las mediciones de AFM se realizaron en agua ultrapura, utilizando un Fastscan Dimension Icon con controlador Nanoscope V (Bruker). Las imágenes se obtuvieron en modo de golpeteo Peak Force, utilizando puntas de nitruro de silicio recubiertas de oro (NPG, Bruker), con una fuerza máxima aplicada de 500 pN, una velocidad de escaneo de 1 Hz, una amplitud de fuerza máxima de 300 nm y una fuerza máxima frecuencia de 2kHz. Para cuantificar la hidrofobicidad de la superficie recubierta mediante microscopía de fuerza química, se prepararon puntas hidrófobas sumergiendo puntas de nitruro de silicio recubiertas de oro (NPG, Bruker) durante 12 h en una solución 1 mM de dodecanotiol (Sigma) en etanol, se enjuagaron con etanol y se secaron. con N2. Los mapeos espaciales se obtuvieron registrando curvas de fuerza-distancia de aproximación-retracción de 32 × 32 en áreas de 5 µm × 5 µm, con una fuerza máxima aplicada de 500 pN y una velocidad de aproximación y retracción de 500 nm/s.

Primero se prepararon suspensiones madre de macromoléculas de 1 g/l en agua ultrapura a partir de los polvos congelados correspondientes y, después de 48 h, las suspensiones se diluyeron a 250 mg/l y se ajustaron a pH 5. Para cada macromolécula analizada, luego se prepararon lotes para obtener una serie de suspensiones con una concentración de electrolito de fondo de NaNO3 en el rango de 1 a 100 mM. Se adoptaron condiciones de pH y concentración de macromolécula final para optimizar la respuesta electroforética medida después de probar un rango de concentraciones de partículas de 50 a 250 mg/L y cuatro condiciones de pH (3, 5, 7 y 9). Todas las dispersiones, stock y suspensiones diluidas se almacenaron a 4 °C y se reaclimataron a temperatura ambiente antes de las mediciones.

Después de 24 a 48 h de preparación de lotes, los coeficientes de difusión (convertidos en diámetro de partícula usando la ecuación de Stokes-Einstein) y las movilidades electroforéticas de los polisacáridos bacterianos se midieron mediante dispersión dinámica de luz (DLS, tabla complementaria 2) y dispersión de luz por análisis de fase (Malvern Instruments). ). Cada punto de datos informado en la Fig. 5 corresponde a tres mediciones realizadas en 3 alícuotas diferentes de una dispersión de macromoléculas por lotes determinada.

La movilidad electroforética de las diversas macromoléculas de interés se midió en función de la concentración de electrolitos de NaNO3 (Fig. 5) y se cotejó con la teoría analítica desarrollada por Ohshima para la electroforesis de coloides blandos33 en el límite de Hermans-Fujita aplicable a polielectrolitos blandos34. Según este último, μ se define por la expresión

donde ρo representa la densidad de cargas negativas transportadas por la macromolécula, κ es el espesor recíproco de la capa de Debye definido por \(\kappa={[2{F}^{2}{c}_{{{{{{\rm{ o}}}}}}}/(\varepsilon RT)]}^{1/2}\) con R la constante del gas, T la temperatura absoluta, F el número de Faraday y co la concentración aparente de un electrolito 1:1 (NaNO3 en este trabajo), λo es el llamado parámetro de suavidad, donde 1/λo corresponde a la longitud de penetración característica del flujo electroosmótico dentro de la macromolécula. La cantidad b en la ecuación. 1 es el radio de la macromolécula de polielectrolito. El conjunto de pares (ρo,1/λo) obtenidos para todas las macromoléculas polisacáridas se informa en la Tabla complementaria 2 y los valores requeridos de b para ajustar los datos a la ecuación. 1 se determinaron mediante dispersión dinámica de luz y también se muestran en la Tabla complementaria 2. La dependencia de los datos de movilidad electroforética de la concentración de electrolitos se ajustó utilizando el método Levenberg-Marquardt con el software Mathcad 13.

La prueba t no pareada de dos colas con análisis de corrección de Welch se realizó utilizando Prism 9.0 para Mac OS X (software GraphPad). Cada experimento se realizó al menos tres veces. Todos los datos se expresan como media (± desviación estándar, DE) en las figuras. Las diferencias se consideraron estadísticamente significativas para valores de p <0,05; *p < 0,05; **p < 0,01; ***p < 0,001. ****p < 0,0001.

Más información sobre el diseño de la investigación está disponible en el Resumen del informe de Nature Portfolio vinculado a este artículo.

Todos los datos generados en este estudio y su información complementaria se proporcionan como un archivo de datos fuente complementarios en la Información complementaria. Este archivo de Microsoft Excel proporciona los datos de origen que se muestran en las figuras presentadas en el texto principal y en la Información complementaria. Los datos originales se proporcionan con este documento.

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Talaga, P. & Moreau, M. Cuantificación de polisacárido C en polisacáridos de Streptococcus pneumoniae mediante cromatografía de intercambio aniónico de alta resolución con detección amperométrica pulsada. Desarrollo. Biol. (Basilea) 103, 27–34 (2000).

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Agradecemos a Olaya Rendueles por las útiles discusiones y a Nadia Izadi y Laurence Mulard por la lectura crítica del manuscrito. Agradecemos a Heike Claus, Ulrich Vogel y Muhamed-kheir Taha por brindarnos generosamente su ayuda con algunas de las cepas utilizadas en este estudio. También agradecemos a Sandrine Mariot de la plataforma Somacomic, Orsay, por su ayuda en la medición de los ángulos de contacto. Este trabajo fue apoyado por una subvención de investigación colaborativa del Institut Pasteur y Sanofi, por subvenciones del programa Investissement d'Avenir del gobierno francés, Laboratoire d'Excellence “Biología Integrativa de Enfermedades Infecciosas Emergentes” (subvención n°ANR-10-LABX-62- IBEID a JMG) y por la Fondation pour la Recherche Médicale (subvención DEQ20180339185 a JMG). J. BB recibió una beca postdoctoral a largo plazo de la Federación de Sociedades Europeas de Bioquímica (FEBS) y del programa de investigación e innovación Horizonte 2020 de la Unión Europea en el marco del acuerdo de subvención Marie Skłodowska-Curie n.º 842629. Este trabajo fue realizado parcialmente en el Pôle de Compétences Physico-Chimie de l'Environnement, laboratorio LIEC UMR 7360 CNRS - Université de Lorraine.

Institut Pasteur University Paris Cité, CNRS UMR 6047, Laboratorio de genética de biopelículas, París, F-75015, Francia

Joaquín Bernal-Bayard, Laetitia Travier, Sylvie Létoffé, Christophe Beloin y Jean-Marc Ghigo

Departamento de Genética, Facultad de Biología, Universidad de Sevilla, Apartado 1095, 41080, Sevilla, Spain

Joaquín Bernal-Bayard

Sanofi, Investigación y Desarrollo, Campus Mérieux, 1541 Avenue Marcel Mérieux,, 69280, Marcy l'Etoile, Francia

Jerome Thiebaud, Marina Brossaud, Bachra Rokbi, Philip Talaga y Christmas Mistretta

Universidad de Lorena, CNRS, Laboratorio Interdisciplinario de Medios Continentales (LIEC), F-54000, Nancy, Francia

Audrey Beaussart, Céline Caillet, Yves Waldvogel y Jérôme FL Duval

Instituto Pasteur, Universidad Paris Cité, Inserm U1224, Grupo de comunicación cerebral-inmune, F-75015, París, Francia

Laetitia Travier

Institut Pasteur, Université Paris Cité, INRAE, USC2019, Laboratorio de biología y patogenicidad de hongos, F-75015, París, Francia

Thierry Fontaine

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JB-B., NM, PT, JFLD y J.-MG diseñaron los experimentos. LT, CB y BR contribuyeron a los experimentos iniciales. JB-B., JT, MB, AB, CC, YW, SL, TF, J.-MG y PT realizaron los experimentos. JB-B., JT, MB, AB, TF, SL, PT, NM, JFLD y J.-MG analizaron los datos. JB-B., JFLD y J.-MG escribieron el artículo con importantes contribuciones de CB, JT, TF, AB, PT, BR y NM.

Correspondencia a Noëlle Mistretta, Jérôme FL Duval o Jean-Marc Ghigo.

JT, MB, BR, PT y NM son empleados de Sanofi y pueden poseer acciones u opciones sobre acciones de la empresa. Los demás autores no declaran tener intereses en competencia.

Nature Communications agradece a Meriem Bendaoud y a los demás revisores anónimos por su contribución a la revisión por pares de este trabajo. Los informes de los revisores pares están disponibles.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

Acceso Abierto Este artículo está bajo una Licencia Internacional Creative Commons Attribution 4.0, que permite el uso, compartir, adaptación, distribución y reproducción en cualquier medio o formato, siempre y cuando se dé el crédito apropiado a los autores originales y a la fuente. proporcione un enlace a la licencia Creative Commons e indique si se realizaron cambios. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material. Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la normativa legal o excede el uso permitido, deberá obtener permiso directamente del titular de los derechos de autor. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Reimpresiones y permisos

Bernal-Bayard, J., Thiebaud, J., Brossaud, M. et al. Los polisacáridos capsulares bacterianos con actividad antibiopelícula comparten propiedades biofísicas y electrocinéticas comunes. Nat Comuna 14, 2553 (2023). https://doi.org/10.1038/s41467-023-37925-8

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Recibido: 20 de junio de 2022

Aceptado: 05 de abril de 2023

Publicado: 03 de mayo de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-023-37925-8

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