bi bioinspirado

May 03, 2024

Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 13290 (2023) Citar este artículo

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Al imitar aproximadamente el diseño arquitectónico de la superficie de las alas de una libélula, se sintetizaron con éxito nuevas nanoflores 3D bifásicas de MgO/Mg(OH)2 mediante la técnica de electrohilado. Las nanoflores 3D se recubrieron sobre una esponja de melamina comercial y se caracterizaron ampliamente mediante SEM, XRD, FTIR y EDS. La formación de nanopétalos 3D densos y distintos fue revelada mediante imágenes SEM, en las que se encontró que el espesor medio de los pétalos y la distancia media entre los pétalos adyacentes eran 36 nm y 121 nm, respectivamente. Se evaluaron las actividades bactericidas de esponjas de melamina recubiertas con nanoflores 3D sintetizadas frente a cinco bacterias diferentes (Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae y Pseudomonas aeruginosa). Este estudio demostró una actividad bactericida significativa de MS recubiertas con nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2 contra bacterias Gram positivas y Gram negativas. Los mecanismos bactericidas plausibles incluyen la deformación de la envoltura, la penetración y la inducción de estrés oxidativo. Este estudio presenta un nuevo biomaterial bioinspirado con la capacidad de reducir el riesgo asociado con infecciones bacterianas patógenas, especialmente en dispositivos médicos.

Las superficies antibacterianas tienen una gran demanda en aplicaciones biomédicas para reducir las infecciones asociadas con los dispositivos médicos implantados, que cuestan entre 5 y 10 mil millones de dólares al año1. Varias nanopartículas, como las de óxido de titanio, óxido de zinc y óxido de plata, han mostrado una actividad bactericida razonable contra un amplio espectro de cepas bacterianas2,3. Sin embargo, los efectos citotóxicos asociados con la acumulación de nanopartículas basadas en elementos de metales pesados ​​en el cuerpo humano han generado serias preocupaciones contra su uso como agentes bactericidas4,5. Aunque el recubrimiento de dispositivos biomédicos con agentes biocidas como plata y antibióticos es un enfoque bioquímico convencional; al mismo tiempo, el uso excesivo de antibióticos hace que las bacterias sean resistentes a los medicamentos y provoca infecciones crónicas6. Se ha estimado que casi el 10% de los pacientes que se someten a cirugía de implantes médicos desarrollan infecciones bacterianas agudas que causan un promedio de 0,1 millones de muertes en los Estados Unidos7. Una vez que se produce la infección en la interfaz entre el implante biomédico y el tejido, la extracción del dispositivo médico y/o implante mediante cirugía secundaria se vuelve inevitable. Esto no sólo provoca molestias al paciente sino que también aumenta el coste sanitario8. Con el uso excesivo de antibióticos, la aparición cada vez mayor de cepas bacterianas resistentes a los antibióticos ha generado la necesidad de descubrir nuevas estrategias antibacterianas y agentes bactericidas9.

En la última década, la modificación de superficies a nanoescala ha ofrecido nuevas rutas para la creación de topografías antibacterianas diseñadas10. Por ejemplo, las estructuras basadas en surcos, crestas y ondulaciones han demostrado un enorme potencial para mitigar la formación de biopelículas al reducir la adhesión bacteriana 10,11. Recientemente, el descubrimiento de la actividad biocida de nanoarquitecturas naturales de alta relación de aspecto que aparecen en la superficie de las alas de insectos como las cigarras y las libélulas ha desencadenado la investigación de nuevas topografías de nanomateriales antibacterianos12. Las interacciones físicas entre los patógenos adheridos y las topografías a nanoescala impulsan la actividad antimicrobiana de dichas superficies13. Además de las alas de los insectos, otras superficies naturales antibioincrustantes y autolimpiantes incluyen las hojas de arroz14, las hojas de loto15, la piel de gecko16 y la piel de tiburón17,18. Inspirándose en la nanoarquitectura bactericida de materiales naturales, se han desarrollado con éxito nanoprotuberancias con titanio19,20, oro21, diamante22, silicio negro23 y poli(metacrilato de metilo)24. Casi todas estas nanoarquitecturas artificiales muestran una excelente actividad biocida tanto contra bacterias Gram positivas como Gram negativas.

Las aleaciones a base de magnesio siguen siendo el material para bioimplantes más deseable debido a su naturaleza biocompatible y no tóxica. Además de no ser tóxicos por naturaleza, estos materiales están enriquecidos con maravillosas propiedades mecánicas comparables a las del hueso humano25. La naturaleza biocompatible y no tóxica de los materiales a base de magnesio, así como su amplia aplicación en el campo biomédico, nos ha animado a elegir el magnesio para la concepción de nuevas topografías bactericidas. En esta investigación, se sintetizaron con éxito nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2 bifásico imitando aproximadamente el diseño arquitectónico de la superficie de las alas de una libélula. Las nanoflores 3D se sintetizaron mediante la técnica de electrohilado seguida de calcinación y vaporización. Se emplearon técnicas analíticas como XRD, SEM, FTIR y EDS para caracterizar exhaustivamente las nanoflores 3D. Con el supuesto de que la topografía de la superficie de las nanoflores 3D exhibiría una actividad bactericida similar a la de las alas de libélula, las nanoflores recién preparadas se incorporaron a una esponja de melamina (MS) comercial. Se adoptó MS como material de soporte debido a sus propiedades intrínsecas, como bajo costo, naturaleza no tóxica, alta porosidad, canales altamente permeables y arquitectura 3D que proporciona una gran superficie adecuada para la deposición de nanomateriales. Se investigaron las eficacias bactericidas de MS recubiertas con nanoflores 3D bifásicas de MgO/Mg(OH)2 contra cinco bacterias diferentes, incluidas bacterias Gram positivas y Gram negativas (Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae y Pseudomonas aeruginosa). ).

El hidróxido de magnesio (grado reactivo, 95%) y el alcohol polivinílico (PVA) (87–90% hidrolizado, peso molecular 30.000–70.000) se compraron de Sigma-Aldrich, mientras que el ácido acético glacial (grado analítico, 99,8%), ácido poliacrílico ( PAA) (25% en peso en agua) y quitosano se adquirieron de Scharlau, Alfa Aesar y MP Biomedicals, respectivamente. La esponja de melamina (MS) (marca: Vesta) se obtuvo de una empresa de comercio electrónico local. Todos los productos químicos se utilizaron tal como se recibieron sin purificación adicional.

Se disolvieron 0,25 g de Mg(OH)2 en 5 ml de ácido acético glacial a 55 °C durante 1 h en un baño de ultrasonidos (marca: Elmasonic P, 37 kHz). Se preparó una solución acuosa de PVA (5% p/p) disolviendo polvo de PVA en agua desionizada (DI) a temperatura ambiente con agitación magnética continua durante 12 h a 600 rpm. Ambas soluciones anteriores se mezclaron en una proporción de 15:100 (v:v) y se sometieron a ultrasonidos (37 kHz) a 55 °C durante 20 minutos para obtener una solución transparente. Luego, esta solución se colocó en una jeringa Terumo® de 5 ml equipada con una aguja de calibre 21Gx1/2”. El electrohilado se llevó a cabo con una configuración de arriba hacia abajo del recolector de agujas, donde la distancia entre la aguja y el recolector se mantuvo en 13 cm. El caudal de la solución y el voltaje de CC aplicado se establecieron en 0,3 ml h-1 y 17 kV, respectivamente. Las capas de nanofibras se depositaron sobre una lámina de Al repartida por el colector. Al final, la muestra recogida sobre lámina de Al se secó en un horno de aire caliente a 110 °C durante 24 h para obtener una capa quebradiza. Las escamas recogidas después de raspar esta capa quebradiza se calcinaron en un horno de mufla (Nabertherm, Alemania) a 350 °C durante 1 h. La velocidad de calentamiento del horno se fijó en 2 °C min-1. Después de la calcinación, las muestras se dejaron enfriar naturalmente a temperatura ambiente y luego se molieron hasta obtener un polvo fino usando un mortero. Finalmente, el polvo fino se sometió a vapor durante 40 min en un horno de vapor (Toshiba). Después de vaporizar, el polvo se recogió y se secó a temperatura ambiente en un desecador de vacío durante 24 h.

El MS comercial se cortó en un cuboide (1 cm x 1 cm x 0,5 cm) con la ayuda de un cuchillo artístico y se empapó en una solución acuosa de PAA al 0,1% en peso recién preparada (pH = 1, ajustado con HCl 1 M) durante 5 minutos. . El MS se exprimió completamente con un par de pinzas y luego se empapó en una solución acuosa de quitosano al 0,5% en peso (pH = 5, ajustado con HCl 1 M) durante otros 5 minutos, seguido de un exprimido secuencial varias veces durante todo el proceso. A través de este proceso, el PAA y el quitosano se unen mediante interacción electrostática26 y proporcionan sitios activos para la deposición de nanoflores. La MS se lavó con agua desionizada y finalmente se sumergió en suspensiones acuosas al 0,3% en peso de nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2 durante 20 minutos. Durante este proceso, se apretó MS con unas pinzas y se volvió a remojar en la suspensión acuosa después de 10 minutos. La MS recubierta con nanoflores 3D así obtenida se secó en un horno de aire caliente a 60 °C durante 6 h.

Los difractogramas de difracción de rayos X (DRX) de MgO/Mg(OH)2 bifásico se registraron con un difractómetro de rayos X Bruker D8 Advance equipado con un detector LYNXEYE. El generador de rayos X funcionaba a 40 kV y 25 mA. Los difractogramas se registraron en ángulos (2θ) entre 10° y 70° con un tamaño de paso de 0,03° (2θ) empleando radiación Cu Kα (λ = 1,5406 Å). El tamaño de los cristalitos (d) de las nanopartículas de MgO/Mg(OH)2 se evaluó mediante la fórmula de Debye-Scherrer (Ec. 1).

donde 0,9 representa el factor de forma molecular, λ es la longitud de onda de la radiación Cu Kα (1,5406 Å), β es el ancho total en la mitad de los máximos (radianes) y θ es el ángulo de difracción de Bragg (radianes) correspondiente al pico más intenso.

Las morfologías de la superficie de las muestras se examinaron mediante microscopio electrónico de barrido (SEM) (JEOL JSM-7600 F). La obtención de imágenes de la muestra se mejoró mediante recubrimiento por pulverización catódica con Au. El recubrimiento por pulverización catódica enriquece la señal de electrones secundaria requerida para el examen topográfico al inhibir la carga de la muestra durante el análisis SEM. Se utilizó el software ImageJ (versión 1.53t) del Instituto Nacional de Salud, EE. UU. para analizar las imágenes SEM. La obtención de imágenes elementales de una esponja de melamina recubierta se llevó a cabo mediante espectroscopia de dispersión de energía (EDS) (X-MaxN-50, Oxford Instruments) integrada en el SEM. Se realizó espectroscopía infrarroja por transformada de Fourier (FTIR) para determinar la estructura química de las muestras. Para este propósito, se empleó el espectrómetro FTIR Agilent Cary 630 para recolectar espectros FTIR con una resolución de 1 cm-1 entre las longitudes de onda de 650 a 4000 cm-1 con 32 exploraciones cada una.

Se utilizaron cinco cepas de bacterias diferentes (S. aureus, E. faecalis, E. coli, K. pneumoniae y P. aeruginosa) para determinar los efectos bactericidas de la MS recubierta con nanoflores 3D. Cada bacteria se subcultivó en agar tripticasa de soja (TSA) con una placa de sangre de oveja al 5% y se incubó durante 18 a 24 h antes de comenzar el estudio antibacteriano. Se preparó una suspensión bacteriana de 0,5 McFarland para cada organismo utilizando una solución salina estéril. Cada MS que pesaba entre 0,021 y 0,032 g se sumergió completamente en volúmenes definidos entre 1,68 y 2,56 ml (0,0125 g de MS por ml) de suspensión bacteriana con una concentración de 104–105 ufc ml-1 y se incubó durante un total de 24 h. De cada suspensión bacteriana se recogió un volumen de muestra de 10 ul al inicio (t = 0) y se definieron intervalos (t = 2, 4, 8 y 24 h) de incubación y se sembraron en placas de cultivo por duplicado, que luego se incubaron durante 18 a 24 h antes del empadronamiento. Toda la incubación se realizó a 35 °C, en condiciones aeróbicas. Se contó la presencia de cualquier crecimiento bacteriano en las placas de cultivo y se calculó la unidad formadora de colonias (ufc) promedio de las dos placas para cada bacteria. Se preparó una suspensión de control (solo bacterias sin MS) junto con cada suspensión de prueba correspondiente y se tomaron muestras según los intervalos de tiempo anteriores. También se configuró y tomó muestras de otra solución de control (solución salina estéril con MS) en t = 0 y t = 24 h para controlar la esterilidad durante todo el estudio.

La Figura 1a muestra el espectro XRD en polvo de MgO/Mg(OH)2 bifásico preparado mediante una técnica de electrohilado seguida de procesos de calcinación y vaporización. Los picos en los valores de 2θ 18,5°, 33,0°, 37,9°, 50,7°, 58,6° y 68,1° corresponden a (001), (100), (101), (102), (110) y (103) planos de red de Mg(OH)2 (ICDD 00-044-1482), mientras que los dos picos en valores de 2θ de 42,9° y 62,3° se refieren a los planos reticulares (200) y (220) de MgO (ICDD 00-045-0946), respectivamente. La existencia de picos de difracción correspondientes tanto a MgO como a Mg(OH)2 confirma explícitamente la formación de MgO/Mg(OH)2 bifásico. Se encontró que el tamaño del cristalito calculado a partir del pico más intenso (37,9°) era de 8,8 nm. Además, la alta cristalinidad del nanomaterial sintetizado fue evidente por la presencia de intensos picos de XRD.

(a) Espectro XRD en polvo de MgO/Mg(OH)2 bifásico; (b) Espectros FTIR de esponja de melamina sin recubrir, esponja de melamina recubierta de MgO/Mg(OH)2 y MgO/Mg(OH)2.

Los espectros FTIR de nanoflores 3D de MgO / Mg (OH) 2, MS sin recubrimiento y MS recubiertas de nanoflores 3D de MgO / Mg (OH) 2 se muestran en la Fig. 1b. El espectro de MgO/Mg(OH)2 bifásico muestra un pico intenso y agudo a 3697 cm-1 y una banda distinta a 1411 cm-1. Estos se atribuyeron a las vibraciones de estiramiento (3697 cm-1) y flexión (1411 cm-1) del grupo hidroxilo de la superficie27. En los espectros FTIR de MS recubiertos y no recubiertos de MgO/Mg(OH)2, los picos en 3312, 1559, 1460, 1313, 1145, 1013, 806 cm-1 se refieren al estiramiento N-H, estiramiento C=N, – Vibraciones de flexión CH2–, estiramiento C – O, flexión C – H y flexión del anillo de triazina, respectivamente. La presencia de un pico agudo de estiramiento O – H a 3697 cm-1 en el espectro FTIR de la MS recubierta con nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2 confirma la unión exitosa de MgO/Mg(OH)2 a la MS.

Las morfologías de las nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2, MS sin recubrimiento y las nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2 MS recubiertas se muestran en imágenes SEM (Fig. 2). Los MS sin recubrimiento exhiben una estructura reticular 3D altamente inerrática con un tamaño de poro que oscila entre 100 y 200 µm (Fig. 2B” y C”). La deposición de MgO/Mg(OH)2 (marcada por flechas) sobre el esqueleto de MS es visible en imágenes SEM (Fig. 2A,B,C,D). Después de recubrirlas con nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2, la superficie lisa de MS se volvió rugosa mientras que la estructura reticular 3D intrínseca de MS permaneció casi intacta. Posteriormente, el color de MS cambió de blanco puro a marrón claro. La imagen SEM ampliada (Fig. 2E) de MS recubierta con nanoflores 3D de MgO / Mg (OH) 2 reveló la formación de nanopétalos densos distintos. Tras el análisis con el software de análisis de imágenes (ImageJ), se encontró que el espesor medio de los pétalos y la distancia media entre pétalos adyacentes de nanoflores 3D eran 36 nm y 121 nm, respectivamente. Ambos parámetros se determinaron utilizando un tamaño de muestra de 50. A partir de los gráficos del histograma (Fig. 3), es obvio que la distancia adyacente entre la mayoría de los pétalos de nanoflores 3D oscila entre 90 y 130 nm, mientras que el grosor del pétalo varía de 25 a 130 nm. 45 millas náuticas. La Figura 4 muestra el mapeo EDS de la vista en sección transversal de MS recubierto de MgO/Mg(OH)2. Los elementos principales vis. Mg, C y O se distribuyeron uniformemente en toda el área temática. Esta evidencia confirma que las nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2 se incorporaron profundamente dentro de la estructura reticular 3D inerrática del MS. De hecho, el color marrón claro uniforme de la MS recubierta de MgO/Mg(OH)2 determina una distribución homogénea de las nanoflores de MgO/Mg(OH)2 en toda la red 3D de la MS.

Imágenes SEM de esponja de melamina sin recubrimiento (B”, C”), esponja de melamina recubierta de MgO/Mg(OH)2 (A, B, C, D) con diferentes aumentos y nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2 que muestran pétalos distintos ( MI).

Gráficos de histograma de distancia entre pétalos adyacentes y espesor de pétalos.

Imagen SEM (A) y mapeo EDS de la vista transversal de una esponja de melamina recubierta de MgO/Mg(OH)2 que muestra la distribución de magnesio (B), carbono (C) y oxígeno (D).

La eficacia bactericida de MS recubierto de nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2 se determinó durante un período de 24 h contra cinco bacterias diferentes, incluidas dos Gram positivas (S. aureus y E. faecalis) y tres Gram negativas (E. coli , K. pneumoniae y P. aeruginosa). La Figura 5 muestra la variación temporal en ufc y Log (recuento) de S. aureus, E. faecalis, E. coli, K. pneumoniae y P. aeruginosa tras la exposición a MS recubierto con nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2. En esta investigación, las bacterias Gram positivas y Gram negativas seleccionadas tenían forma esférica y bastón, respectivamente. La tasa bactericida inicial de 2 h de MS recubierta con nanoflores 3D sigue la secuencia: P. aeruginosa > K. pneumoniae > S. aureus > E. faecalis (Fig. 5). A partir de esta tendencia, es evidente que, en general, la tasa inicial de actividad bactericida fue mayor para las bacterias con forma de bastón que para las de forma esférica. Esto se atribuyó a la gran superficie de las bacterias con forma de bastón (gramnegativas) en contacto directo con los nanopétalos que las bacterias de forma esférica (grampositivas). Además, las paredes celulares gruesas y rígidas de las bacterias Gram positivas (de forma esférica) les permiten resistir grandes deformaciones mecánicas en comparación con las bacterias Gram negativas (de forma de bastón), que generalmente comprenden paredes celulares delgadas y frágiles28. De este hecho, la estructura nanopilar de las alas de la cigarra Psaltoda claripennis también muestra actividad bactericida sólo contra cepas de bacterias Gram-negativas29.

Variación temporal en el recuento de ufc y Log(recuento) de Staphylococcus aureus (A/A'), Enterococcus faecalis (B/B'), Escherichia coli (C/C'), Klebsiella pneumoniae (D/D') y Pseudomonas aeruginosa ( E/E') con y sin MgO/Mg(OH)2 Esponja de melamina recubierta de nanoflores 3D. Las barras de error están a 1 DE de la media de mediciones por triplicado.

La Figura S1 muestra el perfil de liberación de Mg de una esponja de melamina recubierta de MgO/Mg(OH)2 a 35 °C. Dado que solo se liberó una fracción infinitesimal de Mg durante un período de 24 h, es evidente que la actividad bactericida no estaba asociada con la liberación de Mg de la esponja recubierta de MgO/Mg(OH)2. En la Fig. 6 se muestra una ilustración esquemática plausible de los mecanismos bactericidas de los nanopétalos 3D de una esponja de melamina recubierta de MgO/Mg(OH)2. Dado que la distancia media (121 nm) entre los pétalos adyacentes de MgO/Mg(OH)2 Las nanoflores 3D son mucho más pequeñas que la dimensión mínima (250 nm) de la bacteria; Es bastante obvio que las bacterias podrían descansar fácilmente sobre la matriz de nanopétalos sin caer en el desfiladero entre ellos. Considerando que los pétalos son sustancialmente más delgados (36 nm); Se espera que a medida que las bacterias son arrastradas hacia la superficie por fuerzas adhesivas y/o gravitacionales, es más probable que la envoltura bacteriana se deforme y penetre por la acción de clavado de los nanopétalos rígidos (Mecanismo I y II)30. La penetración y deformación de la envoltura bacteriana inducida por nanoprotuberancias se han determinado bien mediante análisis transversal bacteriano que emplea microscopía electrónica de transmisión (TEM), microscopía de haz de iones enfocado (FIB) y tomografía31. Una fuerte evidencia experimental sugiere que las bacterias Gram negativas son más propensas a la deformación y penetración de la envoltura bacteriana que las bacterias Gram positivas31. La reducida vulnerabilidad de las bacterias Gram-positivas a la deformación de nanoprotuberancias se debe principalmente a las gruesas capas de peptidoglicano que proporcionan alta rigidez y presión de turgencia29. En particular, no hay evidencia experimental en la literatura que pueda defender la ruptura mecánica o lisis de células bacterianas inducida por nanoprotuberancias. Según el análisis mecánico de contacto (modelo hertziano), la presión intrínseca sobre una única nanoprotuberancia en contacto con una bacteria aumenta con una disminución en el diámetro de la punta. Por ejemplo, a medida que el diámetro de la punta de la nanoprotrusión disminuye de 80 nm (roma) a 40 nm (aguda), la presión intrínseca correspondiente aumenta de 3,7 a ~ 7,1 MPa32. Las imágenes en tiempo real de la muerte bacteriana inducida mecánicamente mediante nanoindentación y microscopía de fluorescencia simultáneas validan que una presión superior a 10,7 MPa es esencial para perforar la pared celular de E. coli33. Dado que en nuestro caso, el espesor medio del pétalo era de 36 nm, la presión intrínseca generada por los nanopétalos en contacto con la bacteria fue mucho menor que la presión mínima requerida para perforar la pared celular bacteriana. Aunque la presión generada por una única punta de nanoprotrusión de 40 nm de diámetro es insuficiente para romper mecánicamente la envoltura bacteriana; Sin embargo, el aumento de la densidad de las nanoprotrusiones aumenta la permeabilidad de la membrana celular bacteriana debido al alto estiramiento de la envoltura suspendida. Este hecho se ha verificado experimentalmente en otros lugares mediante la comparación de datos de los ensayos LIVE/DEAD y BacTiter Glo de bacterias Gram positivas y Gram negativas sujetas a superficies con nanopilares anchos y densos32. Por lo tanto, es muy deseable un espacio óptimo entre nanopétalos adyacentes para lograr una actividad bactericida adecuada. Por ejemplo, un paso bajo de espaciamiento (~ 100 nm) mejora drásticamente la eficiencia bactericida de las nanoestructuras de silicio34. El análisis computacional basado en el método de elementos finitos sugiere que los radios y espacios más pequeños de los pilares amplifican la deformación envolvente alrededor de las puntas de las nanoprotuberancias y generan tensiones significativas en el plano.35 Los estudios de simulación también refuerzan el hecho de que el espacio reducido aumenta la actividad bactericida de las superficies de las nanoprotrusiones35. En nuestra investigación, se descubrió que la distancia media de 121 nm entre los pétalos adyacentes de nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2 era lo suficientemente adecuada como para mostrar una actividad bactericida sustancial.

Ilustración esquemática del mecanismo bactericida de una esponja de melamina recubierta con nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2.

Ciertamente, las nanoprotuberancias densas y afiladas promueven la deformación, penetración y permeabilidad de la membrana de la envoltura celular bacteriana. Las células bacterianas sometidas a factores estresantes letales son inducidas por estrés oxidativo que desencadena la formación de especies reactivas de oxígeno (ROS)36. Aunque varias enzimas protectoras como catalasas, dismutasa, etc. podrían desintoxicar niveles bajos de ROS, si el nivel de ROS cruza un cierto umbral, la muerte bacteriana se vuelve inevitable e irreversible incluso después de que se haya eliminado el factor estresante inicial.37 Célula bacteriana mediada por ROS La muerte ha sido bien documentada en el caso de los nanotubos de carbono (CNT)38. Se sabe que los CNT imponen estrés oxidativo tanto en bacterias Gram positivas como Gram negativas envolviéndolas mecánicamente. Esto promueve la producción de ROS que conduce a una actividad bactericida. La evidencia experimental convincente que favorece el estrés oxidativo inducido dentro de las células bacterianas al entrar en contacto con nanopilares de TiO2 también corrobora el papel de las ROS en la mediación de la viabilidad celular reducida31.

Las nanoflores tridimensionales de MgO/Mg(OH)2 bifásico sintetizadas mediante electrohilado se incorporaron con éxito en MS comercial. Después del recubrimiento, la estructura reticular 3D intrínseca de MS permaneció casi intacta. La distancia adyacente entre la mayoría de los pétalos de nanoflores 3D osciló entre 90 y 130 nm, mientras que el grosor del pétalo varió entre 25 y 45 nm. El mapeo EDS de la vista transversal de MS recubierto de MgO/Mg(OH)2 confirmó la incorporación de nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2 en lo profundo de la estructura reticular 3D inerrática de MS. Este estudio demostró una actividad bactericida significativa de MS recubiertas con nanoflores 3D de MgO/Mg(OH)2 contra bacterias Gram positivas y Gram negativas. Se espera que la nueva MS recubierta con nanoflores 3D bifásicas bioinspiradas de MgO/Mg(OH)2 pueda aplicarse para reducir el riesgo asociado con infecciones bacterianas patógenas en el campo médico.

Los conjuntos de datos utilizados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente previa solicitud razonable.

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Este material se basa en el apoyo a la investigación/trabajo del Hospital General de Changi y la Universidad de Tecnología y Diseño de Singapur, en el marco del Fondo de Innovación HealthTech (Premio HTIF No. CGH-SUTD-2020-001) y de la Agencia de Ciencia y Tecnología. e Investigación (A*STAR) (Singapur), bajo la Beca de Investigación Individual AME (A20E7c0108).

Entropic Interface Group, Desarrollo de productos de ingeniería, Universidad de Tecnología y Diseño de Singapur, 8 Somapah Road, Singapur, 487372, Singapur

Ashutosh Agarwal, Hasanthi L. Senevirathna, Franklin Anariba y Ping Wu

Unidad de Investigación y Ensayos Clínicos, Changi General Hospital, 2 Simei Street 3, Singapur, 529889, Singapur

Seok Hwee Koo

Departamento de Medicina de Laboratorio, Hospital General de Changi, 2 Simei Street 3, Singapur, 529889, Singapur

Crystal Shie Lyeen Wong

Departamento de Urología, Hospital General de Changi, 2 Simei Street 3, Singapur, 529889, Singapur

Terence Sey Kiat Lim y Foo Cheong Ng

Anariba Brands Group, Ciencia, Matemáticas y Tecnología, Afiliado al Desarrollo de Productos de Ingeniería, Universidad de Tecnología y Diseño de Singapur, 8 Somapah Road, Singapur, 487372, Singapur

Franklin Anariba

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Redacción del borrador original, revisión/edición, síntesis, caracterización y análisis de esponja recubierta de melamina: AA; Caracterización de nanopartículas bifásicas: HLS; Estudios y análisis bactericidas: SHK; Estudios bactericidas, análisis, borrador de revisión: CSLW; Estudios bactericidas, análisis: TSKL; Conceptualización, análisis, obtención de financiamiento para investigación: FCN; Análisis, revisión del borrador, obtención de financiación para la investigación: FA; Conceptualización, análisis, obtención de financiación y supervisión de la investigación: PW

Correspondencia a Ping Wu.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Reimpresiones y permisos

Agarwal, A., Senevirathna, HL, Koo, SH et al. Nanoflores 3D bifásicas bioinspiradas de esponja de melamina recubierta de MgO/Mg(OH)2 como un nuevo agente bactericida. Informe científico 13, 13290 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-40336-w

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Recibido: 06 de marzo de 2023

Aceptado: 09 de agosto de 2023

Publicado: 16 de agosto de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-40336-w

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